PRACTICA XIX (28/11/14)

 

FÓRMULA LEUCOCITARIA

INTRODUCCIÓN

Realizamos una extensión de sangre y la teñimos con nuestro colante de uso habitual que será mediante la realizada anteriormente en la tinción de panóptico rápido.
La fórmula leucocitaria (RDL) consiste en la determinación del porcentaje que representa cada uno de los tipos de leucocitos con respecto al total de ellos.


MATERIAL

• Microscopio
• Portaobjetos
• Sangre
• Registrador automático de células o bien a mano con papel y boli

REACTIVOS

• Aceite de inmersión
• Solucion nº1, nº2, nº3 de panóptico rápido

TÉCNICA O PROCEDIMIENTO

• Comenzamos a enfocar con el objetivo de 10x, para comprobar que la preparación es buena y elegir una zona en la que los hematíes no estén superpuestos y los leucocitos se encuentren uniformemente distribuidos
• Ahora, enfocamos con el objetivo de inmersión que como bien sabemos es el de 100x
• Observar la zona mientras se describe el recorrido en forma de almenas o grecas, se clasifica y se cuentan los leucocitos que se van encontrando a lo largo del recorrido

OBSERVACIÓN

RESULTADOS OBTENIDOS

• Realizamos la observación, sería dibujada en una columna mediante papel y boli, que sería la siguiente:

Neutrófilos segmentados= IIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIII     (Hay 33)
Neutrófilos en cayado=      IIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIII                (Hay 25)
Linfocitos=                         IIIIII                                         (Hay 6)
Monocitos= encontramos 0
Eosinófilos= encontramos 0
Basófilos=               IIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIII    (Hay 42)

Por ejemplo, los basófilos es propio de alergias respiratorias, y ciertamente la sangre que hemos extraído es de nuestra compañera que carece de alergias.

• Cuanto mayor es el número de leucocitos contados, más exacta es la determinación. En la práctica sólo se cuenta 100 o 200 leucocitos como máximo.
• Si se encuentra un mayor número de linfocitos que de neutrófilos o más de un 10% de eosinófilos o más de 12% de monocitos, el RDL se hace contando 200 leucocitos y dividiendo, posteriormente, el resultado obtenido entre 2.
• Si se conoce el WBC de la sangre, se puede calcular el número de cada uno de los tipos de leucocitos que está presente en 1mm3 de sangre         nºTL= WBCxTL/100

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HOJA DE TRABAJO

A) ¿Con qué objetivo se observan los leucocitos cuando se determina una fórmula leucocitaria?
Comenzamos con el objetivo de 10x, y posteriormente con el de 100x, es decir el de inmersión

B) ¿Cómo es el recorrido que se describe en la observación leucocitaria?
Almenas o grecas

C) ¿Cuándo se han de observar al menos 200 leucocitos?
Cuando hay un nº de linfocitos que de neutrófilos o mas de un 10% de eosinófilos o 2% de monocitos

D) Si de 100 leucocitos observados, 20 son linfocitos y el WBC es igual a 7000 leucocitos/mm3 de sangre, ¿cuál es el número de linfocitos que hay en 1mm3 de sangre?
7000x20/100   1400 leucocitos en sangre total

E) ¿Cómo se llama el aumento de los monocitos?
Monocitosis


VALORACIÓN DE LOS RESULTADOS

En las angre estudiada: La proporción de leucocitos es normal

PRACTICA XVIII (28/11/14)

 

DETECCIÓN DE CUERPOS DE HEINZ

INTRODUCCIÓN

La muestra va a ser sangre total. Los precipitados intraeritrocitarios de Hb desnaturalizada se tiñen con el cristal violeta y adquieren es aspecto de pequeñas granulaciones que reciben el nombre de cuerpos de Heinz.


MATERIAL

• Tubo de ensayo
• Microscopio
• Pipetas graduadas
• Pipeta Pasteur
• Un baño de agua
• Portaobjetos

REACTIVOS

• Solución de cristal violeta: mezclamos 20g de crisstal violeta con 80cc de suero fisiológico y 20 cc de agua destilada. Agitamos la mezcla 5 minutos, para asegurar la disolución de sus componentes. Seguidamente, filtramos la disolución. Añadimos el líquido filtrado 82 cc de suero fisiológico y 18 cc de agua destilada. Conservar la solución colorante a temperatura ambiente, durante un tiempo indefinido
• Líquido de inmersión

TÉCNICA O PROCEDIMIENTO

• Mezclamos en un tubo de ensayo, volúmenes igual de solución cristal violeta y de la sangre, por ejemplo 1ml de cada uno
• Incubar la mezcla a 37ºC durante 5 minutos
• Hacer una extensión de la mezcla
• Dejarla secar
• Dirigirnos al microscopio

OBSERVACIÓN

Los cuerpos de Heinz, se observan como pequeñas granulaciones de color púrpura que se localizan en la periferia de los hematíes. La presencia de estos cuerpos en el interior de los eritrocitos conlleva una alteración en el enlace hemoglobina.
Este trastorno en el enlace hem-globina comporta una inestabilidad de la Hb, que hace que se desnaturalice en presencia de algunos medicamentes como las sulfamidas, y que precipite, el tetrámero de globina.
También aparecen cuerpos de Heinz intraeritrocitarios en el déficit congénito de glucosa-6-fosfato deshidrogenasa, por precipitación de la Hb oxidada. La oxidación de la Hb puede producirse a causa de la actuación de diversos productos (sulfamidas, analgésicos, antipiréticos, etc)

https://www.google.es/search?q=tinci%C3%B3n+sangre+panoptico+rapido&biw=1280&bih=705&source=lnms&tbm=isch&sa=X&ei=yIy
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HOJA DE TRABAJO

A) ¿Cuál es el colorante usado para teñir los cuerpos de Heinz?
Solución de cristal violeta

B) ¿De qué color son los cuerpos de Heinz teñidos?
Color púrpura

C) ¿Dónde se localizan los cuerpos de Heinz?
En la periferia de los hematíes

RESULTADOS OBTENIDOS

En la sangre ensayada: Se han encontrado cuerpos de Heinz

VALORACIÓN DE LOS RESULTADOS

El sujeto estudiado: Tiene una Hb inestable

PRACTICA XVII (27/11/14)

 

CONTAJE DE RETICULOCITOS

INTRODUCCIÓN

Utilizamos sangre capilar, debido a que los reticulocitos también maduran in vitro, es aconsejable que la sangre se haya extraído como máximo 6horas antes de su análisis
Los reticulocitos son eritrocitos inmaduros que contienen, un retículo o red cromatínica formada por restos de ARN (ribosomas, mitocondrias y órganos celulares)
Su tamaño es de 8 a 9 nm de diámetro, permanecen en médula ósea unos 2 a 4 días y después salen a sangre periférica, donde terminan el proceso de maduración en unas 24h
Según el grado de maduración que posea el reticulocito presentará un modelo de retículo distinto, de ovillo denso en el caso de los más inmaduros o de gránulos escasos para los más maduros. Se pueden clasificar en cuatro grupos
Podemos observarlos mediante la tinción con colorantes vitales, azul de metileno nuevo o azul de cresil brillante. Estos colorantes dan lugar a la precipitación de los restos de ARN, y se observan como filamentos de color azul intenso en el interior de la célula.


MATERIAL

• Microscopio
• Tubos de hemólisis
• Pipetas Pasteur
• Portaobjetos
• Baño de agua
• Sistema de filtración
• Frasco lavador

REACTIVOS

• Azul de cresil brillante en polvo
• Solución salina al 0,9%
• Citrato sódico al 3%
• Aceite de inmersión

TÉCNICA O PROCEDIMIENTO

• Preparamos el colorante: mezclamos 80ml de solución salina y 20ml de citrato sódico al 3%, pesamos 1g de azul de cresil brillante y lo disolvemos en la mezcla anterior, lo filtramos antes de usarlo
• Tinción de los reticulocitos: es una tinción supravital para ello echamos 3 gotas de solución colorante en un tubo de hemólisis y otras 3 gotas de sangre total monogeneizada
• Mezclamos y tapamos con papel parafilm
• Introducimos en el baño de agua a 37ºC durante 5 minutos
• Volvemos agitar y tomamos una gota para depositarla en un porta
• Realizamos la extensión y la dejamos secar

Cuidados:
Limpieza de portaobjetos y cubreobjetos

Primero lavamos con agua y jabón, aclaramos con agua destilad y lo colocamos en un recipiente con alcohol.


OBSERVACIÓN

Lo observamos con el objetivo de 100x con ayuda del aceite de inmersión. Los hematíes se habrán teñido de color verde azulado y los reticulocitos se diferencian porque presentan en su interior unos hilos finos de color azul.
Se deben contar en total 2000 hematíes
%reticulocitos=nºreticulocitos contados/nºde hematíes contados x 100

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microscopica+reticulocitos&imgdii=_


En adultos y niños los valores normales están en 0,5 y 1,5%
Se produce reticulopenia o disminución en la cifra de reticulocitos, en casos de aplasia medular, anemia ferropénica, anemia megaloblástica y anemias que cursan con dificultad en la eritropoyesis.

 

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Por el contrario, hay reticulocitosis en anemias hemolíticas y post-hemorrágicas, donde se aumente el nivel de producción de hematíes para contrarrestar su pérdida.

La cantidad de reticulocitos expresada en tanto por ciento es un valor relativo referido a una cifra normal de hematíes. Cuando existe una anemia con disminución en la cantidad de hematíes se compensa con un aumento en el número de reticulocitos y debemos corregir su valor en tanto por ciento para poder consideralo real.

La correción se hace en base al valor HTO del paciente, y se calcula:

%reticulocitos corregido=%reticulocitos x HTOpaciente/HTO normal

 

Si existe una anemia muy intensa, aparece en sangre periférica un número de reticulocitos mayor del que correspondería por regeneración eritroblástica. Esto se debe a que el estímulo eritropoyético compensador va acompañado de un período de maduración intramedular más corto y una etapa de maduración en sangre periférica más larga.

Esto se conoce como "desviación reticulocitaria" y se observa en el frotis por la aparición de hematíes grandes con un color azulado. Para evitar pensar que hay una capacidad regenerativa medular intensa se debe hacer una segunda correción del % de reticulocitos en función de los días que tarda en madurar el reticulocito en sangre periférica, y a eso se llama índice de producción reticulocitaria (IPR)

IPR= %reticulocitos corregido/ días maduración en sangre periférica

 

El IPR nos da un valor numérico de la estimulación hematopoyética por encima de la actividad de la línea base normal.

Un IPR mayor de 3 nos indica un aumento de la actividad eritropoyética medular, mientras que un IPR menos de 2 indica una escasa actividad eritropoyética.

 

HOJA DE TRABAJO

 

A) ¿Qué son los reticulocitos?

Son eritrocitos inmaduros que contienen una red cromatínica formas por restos de ARN (ribosomas, mitocondrias y órganos celulares), permanecen en médula ósea 2-4 días, su tamaño es de 8 a 9 nm

 

B) ¿Qué tipo de tinción estamos utilizando?

Con colorantes vitales, azul de metileno nuevo o azul de cresil brillante

 

C) ¿Por qué hacemos la correción del porcentaje de reticulocitos?

Cuando existe anemia con disminución en la cantidad de hematíes se compensa con una aumento en el número de reticulocitos y debemos corregir su valor en tanto por ciento para poder considerarlo real.

 

D) ¿Qué nos expresa el IPR?

Expresa un valor numérico e la estimulación hematopoyética por encima de la actividad de la línea base normal. Un IPR mayor de 3 nos indica una umento de la actividad eritropoyética medular, mientras que un IPR menor de 2 nos indica una escasa actividad eritropoyética.

PRACTICA XVI (21/11/14)

 

DETERMINACIÓN DEL VALOR HEMATOCRITO MEDIANTE EL MICROMÉTODO

INTRODUCCIÓN

Se utiliza sangre capilar o venosa, esta última debe ser recogida en tubos con EDTA tripotásico. Como ya sabemos si utilizamos sangre capilar debemos desechar la primera gota y si se emplea sangre venosa se deberá homogeneizar perfectamente antes de su uso.
Cuando centrifugamos la sangre, la fracción forme, que contiene los hematíes, se agrupa en el fondo del tubo, y el plasma queda en forma de sobrenadante.
El hematocrito es la relación existente entre el volumen ocupado por los hematíes y el ocupado por la sangre total, expresada en forma de porcentaje.
Este valor lógicamente no es igual en todas las zonas vasculares del organismo. El hematocrito obtenido con sangre capilar es algo superior al logrado a partir de sangre venosa.
Se puede determinar por diferentes métodos como son manuales o automáticos. Nosotros lo hemos calculado mediante el micrométodo (12.000-15.000 g) es decir, mediante métodos manuales como es la centrifugación.
Para sangre capilar no hace falta el reactivo, para venosa como el capilar lleva anticoagulante no hemos usado tampoco en esta parte el reactivo (EDTA)


MATERIAL

• Capilares
• Plastilina
• Centrífuga
• Regla o lector de microhematocrito
• Sangre

TÉCNICA O PROCEDIMIENTO

• Llenar el capilar de sangre hasta 3/4 partes de su longitud, se realiza poniendo en contacto uno de los extremos del tubo capilar con la gota de sangre el llenado será efectuado por capilaridad.
• Sellar el extremo por el que ha entrado la sangre con plastilina, se realiza atravensando el tubo
• Nos dirigimos hacia la centrífuga y colocamos los tubos debidamente equilibrados, en ella se sitúan con su extremo tapado hacia afuera, ajustados al borde exterior y adecuadamente encajados en sus surcos
• Centrifugar los tubos a unas 12.000-15.000 g durante 5 minutos

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OBSERVACIÓN

 

Medimos las columnas formadas en el interior de cada tubo con una simple regla milimetrada y calculando el porcentaje que le corresponde a la columna de eritrocitos, mediante una sencilla regla de tres.

Si el valor final de HTO es superior a 50, se repite la determinación, pero alargando la centrifugación a 10 minutos.

Nosotros hemos obtenido con sangre capilar 43% de elementos formes, es decir que 57% será plasma

El valor normal comprende entre 42% y 47% en las mujeres y entre 45% y 52% en los varones.

Un valor bajo puede ser signo de anemia, el HTO suele ser normal en la fase más temprana de las hemorragias agudas, pues en éstas se pierden células y plasma en la misma proporción.

Y en cambio, un valor alto suele ser signo de padecimiento de una poliglobulina.

 

 

HOJA DE TRABAJO

 

A) ¿Qué significa la franja roja que tienen algunos capilares de microhematocrito?

Capilar heparizado

 

B) ¿A qué fuerza relativa de centrifugación (g) se centrifuga la sangre?

12.000-15.000 g

 

C) Si la medida de la columna de eritrocitos es de 20mm y la de la columna es de 50mm, ¿cuál es el valor del hematocrito?

HTO=20.100/50   HTO=40%

 

D) Si con un capilar se obtiene un HTO de 45 y con el otro uno de 43, ¿cómo debe ser la forma de actuar ante estos resultados?

Se hace la media de los resultados y sería 44% el valor final.

PRACTICA XV (13/11/14)

 

TINCIÓN PANÓPTICO RÁPIDO

INTRODUCCIÓN

Frotis sanguíneo, se utilizan varios colorantes sucesivamente.
Este método de tinción diferencial es un sistema que aún la policromía y la calidad que proporcionan los métodos clásicos (Giemsa y Wright) con una gran rapidez de ejecución (15 segundos).
En esta tinción presentamos la peculiaridad de sumerger el frotis en solución colorante durante un tiempo determinado, sería 5 veces 5 segundos.


MATERIAL

• Portaobjetos
• Cubetas de Wertheim o similares
• Frasco lavador
• Sangre
• Capilares

REACTIVOS

• Solución nº1: Solución alcohólica de triarilmetano (fijador)
• Solución nº2: Solución tamponada de xanteno (rosa oscuro)
• Solución nº3: Solución tamponada de tiazina (azul oscuro)

TÉCNICA O PROCEDIMIENTO

• Realizamos nuestra correspondiente extensión sanguínea
• Cogemos con la mano el frotis y lo sumergimos en la solución nº1 durante 1 segundo durante cuatro veces, lo dejamos escurrir

 

Imagen realizada en el Laboratorio

 

 

• Hacemos igual en la solución nº2 pero 5 veces, con un segundo de duración, y dejamos escurrir

Imagen realizada en el Laboratorio

• De nuevo sumergimos otras cinco veces en la cubeta con solución nº3
• Finalmente lavamos con agua destilada y dejamos escurrir y secar

  

Imagen realizada en el Laboratorio

 

 

OBSERVACIÓN

 

Lo observamos en el microscopio con el objetivo de 100x echándole su correspondiente aceite de inmersión.

Las coloraciones obtenidas en las células sanguíneas son similares a las de la tinción de Wright y Giemsa, pero podemos variar la intensidad de la tinción modificando el número de inmersiones en los colorantes nº 2 y 3, según se desee destacar las tonalidades rosas o azules.

 

 

Imagen realizada en el Laboratorio

 

 

Cuidados:

 

Deberán guardarse las cubetas bien tapadas, de vez en cuando sería bueno renovar todo el contenido de la cubeta. En aquellos laboratorios con pequeño número de fórmulas hemáticas, las cubetas de Wertheim pueden ser sustituidas por pequeños frascos de cristal con tapón a rosca.

 

 

HOJA DE TRABAJO

 

A) ¿En qué se diferencia este método de las otras tinciones clásicas?

Es por inmersión y es de gran rapidez

 

B) ¿Cuántos segundos debe sumergirse el frotis en cada una de las soluciones?

5 segundos

 

C) ¿Cuál cree que es la solución fijadora?

Alcoholica de triarilmetano



 

 

 

PRACTICA XIV (13/11/14)

 

TINCIÓN DE WRIGHT

INTRODUCCIÓN

Utilizaremos sangre capilar fresca o venosa anticoagulada. Los anticoagulantes más adecuados son la heparina y el EDTA.
El colorante más utilizado es una solución de eosina y una mezcla de azul de metileno del 50-75% y azur B del 10-25% junto con otros derivados del alcohol metílico.
No es necesario fijador por la presencia de metanol, en la composición del colorante. Sólo si se van a guardar las extensiones sin teñir de un día para otro precederemos a su fijación para evitar el deterioro del frotis.



MATERIAL

• Microscopio
• Cristalizador
• Puentes de tinción
• Pipetas Pasteur
• Tubos de ensayo

REACTIVOS

• Solución eosina-azul de metileno según Wright
• Solución tampón pH 7,2
• Aceite de inmersión

TÉCNICA O PROCEDIMIENTO

• Realizar nuestra extensión sanguínea
• Cubrir la extensión con 1 ml de colorante Wright
• Lavar con tampón pH 7,2 y dejar secar en posición vertical
• Preparar colorante diluido 0,5ml de colorante Wright y 0,5ml de tampón pH 7,2, y cubrir la extensión durante 5minutos
• Lavar con agua destilada y dejar secar
• Observar con el objetivo de 100x y  su aceite de inmersión

OBSERVACIÓN

Las células observadas de la misma manera que en la tinción de Giemsa, igual color.

https://www.google.es/search?q=tincion+supravital+azul+metileno&biw=1280&bih=705&source=lnms&tbm=
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HOJA DE TRABAJO

A) ¿Qué tipo de colorante utilizamos en esta tinción?
Eosina-azul de metileno según Wright

B) ¿Qué sustancia empleamos como fijador?
Ningua, ya que el colorante ya lo lleva

C) ¿Cuánto tiempo debe estar en contacto el frotis con el colorante diluido?
De 3 a 5 minutos

PRÁCTICA XIII (10/11/14)

 

TINCIÓN DE GIEMSA

INTRODUCCIÓN

Aquí utillizaremos sangre capilar fresca o venosa anticoagulada, el anticoagulante es la heparina o EDTA, ya que el citrato sódico y el oxalato potásico pueden dar preparaciones defectuosas. Utilizaremos azul de metileno y eosina propuesta por Giemsa.
Es un extracto de las técnicas de tinción hematológicas de la casa Panreac.
Obtendremos una tinción diferencial, que es capaz de discriminar entre las distintas estructuras celulares según se tiñan éstas con el colorante ácido, eosina, con el básico azul de metileno, o con la mezcla de ambos.


MATERIAL

• Microscopio
• Portaobjetos
• Cristalizador
• Puentes de tinción
• Pipeta graduada de 2ml
• Pipetas Pasteur
• Tubos de ensayo

REACTIVOS

• Colorante en solución según Giemsa de Panreac
• Solución tampón pH 7,2 de Panreac
• Metanol
• Aceite de inmersión

TÉCNICA O PROCEDIMIENTO

• Preparamos la extensión sanguínea
• Lo cubrimos con metanol durante 3 minutos, así se fijará el frotis
• Nos indican que preparemos en la pipeta graduada de 2ml la solución de Giemsa con pH 7,2 pero nos encontramos frente a su difícil lavado entonces, cojemos un vaso de precipitado y cojemos con la pipeta de 2ml agua, y vertemos en el vaso 0,2 ml que serían 7 gotas, proceemos a cogerlo con  la pipeta Pasteur 7 gotas de Giemsa y lo vertemos al tubo de ensayo con 2ml de pH 7,2
• Esta dilución es importante hacerlo en el día porque no sería válido para otro día
• Mezclamos suavemente con ayuda de nuestra pipeta Pasteur
• Cubrimos el frotis durante 25 minutos
• Escurrimos bien y lavamos con agua destilada del frasco lavador, hasta que el agua salga limpia
• Dejamos secar en posición vertical
• Nos dirigimos a la observación microscópica

OBSERVACIÓN

Con ayuda de aceite de inmersión lo examinamos en el objetivo de 100x. Los eritrocitos se tiñen de color rosa asalmonado y las plaquetas de color violeta.
Los neutrófilos presentan el núcleo de color azul violeta, el citoplasma rosa y la granulación de un color violeta rojizo.
Los eosinófilos se observan con el núcleo azul violeta, citoplasma azul y los gránulos de color rojo anaranjado.
Los basófilos presentan núcleo de color púrpura y granulación de color azul oscuro.
Y los monocitos y linfocitos se observan con un núcleo color violeta y el citoplasma azul, un poco más claro en el monocito.

 

https://www.google.es/search?q=tincion+supravital+azul+metileno&biw=1280&bih=705&source=lnms&tbm=isch&sa=

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HOJA DE TRABAJO


A) ¿Cuáles son los anticoagulantes más adecuados para esta técnica?
EDTA o Heparina

B) ¿Con qué reactivo fijamos el frotis?
Metanol

C) ¿Cuánto tiempo debe actuar el colorante en el frotis?
Sobre 25 minutos.

PRACTICA XII (10/11/14)

 

PREPARACIÓN DE GOTA GRUESA

INTRODUCCIÓN

Para el estudio microscópico rutinario de muestras sanguíneas susceptibles de contener parásitos palúdicos, se hace una preparación en forma de extensión fina y otra de ota gruesa en el mismo porta.
Los parásitos palúdicos se encuentran en la sangre periférica, en esta pueden observarse infectando a los hematíes o en el exterior de los mismos.
El paludismo es una enfermedad producida por parásitos del género Plasmodium, la malaria nos encontramos principalmente en el norte de África.
Para confirmar un diagnóstico de paludismo, se observan extensiones sanguíneeas finas que debe prestarse atención a los hematíes infectados y a los parásitos.
Aquí, los hematíes estan lisados, los parásitos palúdicos suelen ser más abundantes y compactos que en las extensiones finas.
En la gota gruesa al mezclar se rompen las células.

MATERIAL

• Capilar
• Pipetas Pasteur
• Portaobjetos
• Sangre capilar o venosa anticoagulada con heparina o EDTA
• Cristalizador
• Puentes de tinción

Imagen realizada en Laboratorio



REACTIVOS

• Metanol
• Agua destilada
• Solución de Giemsa al 3% en agua destilada

Nota: Sólo sirve durante las 8 horas transcurridas desde su preparación



TÉCNICA O PROCEDIMIENTO

• Depositar una gota de sangre y realizar una fina extensión
• Después colocar 3 gotas de sangre y hacer giros con ellas hasta formar una capa gruesa y uniforme, al remover así la sangre se logra la desfibrinación de la misma
• Dejar secar la preparación

Imagen realizada en el Laboratorio

• A continuación, depositar 3 gotas de metanol y dejar actuar unos segundos para fijar la extensión, y la gota gruesa habría que dejarla secar durante 24 horas
• Después, verter la solución del Giemsa al 3%, durante 30-45 minutos como observamos en la anterior imagen
• Aclararlo con agua limpia durante algunos segundos, se puede realizar más de una vez
• Dejar secar la preparación
• Dirigirnos hacia su observación microscópica

 

Imagen realizada en el Laboratorio

 

 

 

OBSERVACIÓN

 

Cuando el enfermo tiene paludismo, podemos encontrar formas evolutivas de los parásitos palúdicos, como: puntos de Schüfer y Maurer, formas en anillo, formas ameoideas, conflomerados de merozoitos, gametocitos libres en plasma.

 

 

 

HOJA DE TRABAJO

 

A) ¿Qué colorante se utiliza para teñir la preparación de gota gruesa?

Giemsa

 

B) ¿Cómo están los hematíes en la preparación de gota gruesa?

Suelen estar infectados y debe prestarse atención

 

C) ¿Con qué sustancia se fija la preparación de gota gruesa?

Metanol

 

 

RESULTADOS OBTENIDOS

 

En la preparación de gota gruesa:

No se observan parásitos palúdicos

 

 

VALORACIÓN DE LOS RESULTADOS

 

La extensión debe ser considerada como:

No válida

 

El individuo del que procede la muestra de sangre debe ser considerado como:

No infectado por plasmodium.

 



PRÁCTICA XI (10/11/14)

 

REALIZACIÓN DE EXTENSIÓN SANGUÍNEA

 

INTRODUCCIÓN

Con la extensión de sangre se obtiene una fina capa de células sanguíneas que posteriormente puede ser obsservada con el microscopio.
Forma de extraer sangre será de sangre capilar no anticoagulada o sangre venosa adecuadamente anticoagulada. La sangre venosa tiene que haber sido extraída hace menos de 3 horas, ya que se producen cambios en las células, que al ser teñidas se manifiestan como las alteraciones en su morfología.
La sangre venosa ha de ser anticoagulada con EDTA, para realizar frotis sanguíneos no debe utilizarse sangre anticoagulada con heparina, ya que agrega células y produce un fondo azul en las extensiones de sangre teñidas con el colorante de Wright.
Por otro lado, hay que tener en cuenta que la sangre capilar contiene más hematíes y leucocitos y menos plaquetas que la sangre venosa.


MATERIAL

• Lancetas
• Alcohol
• Gasas
• Portaobjetos
• Capilares

La limpieza de los portas se lleva a cabo:

• Lavando los portas con agua y jabon líquido. Aclararlos con agua caliente, sumergirlos durante una hora en una solución de etanol. Los volvemos aclarar y dejamos secar. Ya están preparados para su utilización.

REACTIVOS

• Etanol de 70º o solución alcohólica de povidona yodada.
• Solución de etanol- eter etílico en una proporción 50:50

TÉCNICA O PROCEDIMIENTO

• Desinfectar el dedo, preferiblemente el tercer o cuarto dedo
• Pinchar firmemente con una lanceta, desechando la primera gota de sangre
• Con un capilar depositar la sangre
• Colocar un extremo del porta esmerilado un poco por delante de la gota de sangre y formando un ángulo de 45º con el porta soporte ( conveniente utilizar siempre el mismo porta extensor)
• Desplazar suavemente el porta extensor hacia atrás, hasta que alcance la gota de sangre
• Dejamos que la gota se extienda por capilaridad a lo largo del extremo del porta extensor
• A continuación, antes de que la sangre alcance los bordes de ese extremo, deslizar el porta extensor hacia delante, con un movimiento firme y uniforme, a una velocidad media
• Secar la extensión al aire agitándola, para que sus células no se distorsionen
• Nos dirigimos hacia el microscopio, una vez secada la muestra.

https://www.google.es/search?q=realizar+extension+sanguinea&biw=1280&bih=705&source=lnms&tbm=isch&sa=X&ei=o1x_VM2QGuWE7gaw34DYCg&ved=0CAYQ_AUoA

 OBSERVACIÓN

 

https://www.google.es/search?q=realizar+extension+sanguinea&biw=1280&bih=705&source=lnms&tbm=isch&sa=X&ei=o1x_VM2QGuWE7gaw34DYCg&ved=0CAYQ_AUoAQ

 

 

HOJA DE TRABAJO

 

A) ¿Con qué sustancia se anticoagula la sangre venosa cuando se pretende hacer una extensión?

EDTA

 

B) ¿Cuánto tiempo puede pasar, como máximo, desde la extracción de la sangre hasta la realización del frotis?

3horas

 

C) ¿Qué ángulo debe formar el porta extensor con el porta soporte?

45º

 

RESULTADOS OBTENIDOS

La extensión: está bien realizada

 

VALORACIÓN DE LOS RESULTADOS

La extensión debe ser considerada como: Válida

 

PRÁCTICA X (7/11/14)

 

TINCIÓN SUPRAVITAL CON AZUL DE METILENO

INTRODUCCIÓN

Al investigar las estructuras celulares podemos utilizar dos formas diferentes de tinción, aquellasa que se hacen con tejido muerto y las que utilizan células vivas o tejidos para su observación.
Entre las células vivas podemos diferenciar: las tinciones vitales: introducción de un colorante en la circulación de un organismo vivo. Tinciones supravitales: emplean el colorante sobre células o tejidos vivos aislados del organismo. En ambos casos lo que se destaca es los elementos de la célula viva y seguir los procesos vitales en el interior.
Vamos a teñir con azul de metileno que permite ver núcleos y algunas estructuras celulares.
Sangre capilar fresca o venosa anticoagulada.


MATERIAL

• Microscopio
• Portaobjetos
• Cubreobjetos
• Tubos de hemólisis
• Pipetas Pasteur
• Lancetas
• Alcohol
• Gasa
• Vidrio de reloj
• Balanza
• Matraz aforado
• Varilla
• Vaso de precipitado
• Papel parafilm
• Agua destilada
• Embudo

REACTIVOS

• Azul de metileno 0,5 g
• Oxolato potásico 1,6 g

TÉCNICA O PROCEDIMIENTO

• Primeramente preparamos el colorante, 0,5 g de azul de metileno, 1,6 g de oxolato potásico, lo ponemos sobre el vidrio de reloj, taramos la balanza y lo pesamos despues lo depositamos en la suficiente cantidad  de agua destilada en un vaso de precipitado
• Lo mezclamos todo con la varilla
• Vertimos nuestra disolución a un matraz aforado de 100ml con un embudo
• Con ayuda de una pipeta Pasteur aforamos el matraz
• Le ponemos papel parafilm lo movemos y lo dejamos 10 minutos
• Ahora desinfectamos bien la zona para extraer sangre capilar con alcohol y con ayuda de una gasa, movemos la mano y utilizamos la lanceta
• Desechamos la primera gota de sangre
• Colocamos la sangre en un portaobjetos o bien en un tubo de hemólisis, en este caso lo hizimos al tubo de hemólisis para mezclar bien con nuestra disolución
• Vertimos unas gotas de nuestra disolución junto con la sangre en el tubo y lo tapamos con papel parafilm durante 10 minutos
• Colocamos unas gotas sobre un porta cubriendo con un cubreobjetos
• Nos dirigimos a su observación microscópica

OBSERVACIÓN

A diferencia de nuestra anterior práctica de preparar sangre en fresco, con esta ya teñida podemos diferenciar leucocitos. La observación debe ser rápida ya que las células no permanecen vivas mucho tiempo.



https://www.google.es/search?q=tincion+supravital+azul+metileno&biw=1280&bih=705&source=lnms&tbm=isch&sa
=X&ei=uiqDVMqdBMmuU62qgOAP&ved=0CAYQ_AUoAQ#tbm=isch&q=tincion+
supravital+azul+metileno+sangre+en+fresco

HOJA DE TRABAJO

A) ¿ En qué se diferencia una tinción vital de una supravital? 
La vital es la que se introduce dentro del organismo vivo  y la  tinción supravital es con el tejido aislado del organismo

B) ¿Cuáles son los colorantes vitales más utilizados? 
El rojo neutro, el verde jano y el azul de metileno

C) ¿Qué tipo de estructuras tiñe selectivamente el verde jano? 
Las mitocondrias y orgánulos celulares

D) ¿Cuáles son las ventajas de una tinción supravital? 
Permiten la observación sobre células o tejidos vivos y seguir los procesos vitales en el interior de la misma

E) ¿Cuáles son los inconvenientes?
 No permanecen vivas mucho tiempo al estar separadas de su organismo.